ReefCentral.ru для iOS
Бесплатный Tapatalk для ReefCentral.ru
Влияние спектра освещения на рост и окраску кораллов Stylophora pistillata и Porites cylindrica
24.06.2018
Разделы: Кораллы
Освещение
Автор: Тим Уиджгерде
Редактор перевода: Дмитрий Карпенко

Краткий обзор

Спектр освещения играет ключевую роль в биологии рифообразующих кораллов. Не так давно было доказано, что голубой и красный свет влияют противоположным образом на плотность зооксантелл у Stylophora pistillata. Однако, до сих пор неясно, как эти спектры влияют на рост кораллов. В рамках данного исследования изучалось среднесрочное влияние голубого и красного света на здоровье, окраску и плотность зооксантелл у двух видов кораллов, S. pistillata и Porites cylindrica. Микроколонии обоих видов подвергались воздействию белого, голубого и красного LED освещения (N=5 для светового воздействия для каждого вида) при одинаковом уровне фотосинтетически активного освещения (PAR) в 300 µmol фотонов m-2 s-1 в течение 10 недель. Выживаемость кораллов составила 100%, колонии демонстрировали высокий уровень расправления полипов при всех видах воздействия. Голубой свет усилил розовую окраску S. pistillata и способствовал горизонтальному росту у основания колоний. Цвет освещения не оказал значительного воздействия на рост S. pistillata, в отличие от P. cylindrica, представители которого росли быстрее под белым светом. Плотность зооксантелл у S. pistillata под красным светом уменьшилась на 40% по сравнению с голубым светом, соответственно, кораллы казались бледнее. Эти результаты подтверждают гипотезу, что источники света с недостаточным количеством голубого спектра препятствуют нормальному росту зооксантелл, что может привести к замедлению роста и гибели коралла-хозяина. И, наконец, голубой свет может инициировать морфологическую адаптацию к слабому освещению у рифообразующих кораллов.

Введение

Освещение играет ключевую роль для физиологии, роста и размножения рифообразующих кораллов (Muscatine et al. 1981; Davies 1984; Levy et al. 2007; Osinga et al. 2011). До настоящего времени большинство исследований о влиянии освещения на кораллы, содержащие зооксантеллы, было посвящено изучению количества света. Лишь незначительное количество исследований было нацелено на изучение влияния качества освещения, в частности, роли отдельных цветов видимого спектра (Kinzie et al. 1984, 1987; D'Angelo et al. 2008; Mass et al. 2010; Wijgerde et al. 2014). Довольно странно, потому что уже известно, что не все части спектра одинаково эффективны для усиления процесса фотосинтеза у кораллов, содержащих зооксантеллы, при этом, судя по всему, оранжевый спектр (~600 нм) наименее эффективен, тогда как фиолетовый (~440 нм), голубой (~460 нм) и красный свет (~670 нм) наиболее эффективны (Halldal 1969; Kühl et al. 1995). Поскольку фотосинтез является ведущим фактором в процессе кальцификации кораллов (Osinga et al. 2011), нахождение кораллов под освещением различного спектра может стать причиной различной скорости роста кораллов. Кроме того, спектр освещения может оказывать влияние и на другие биологические процессы кораллов, помимо фотосинтеза. Например, голубой свет является необходимым для роста зооксантелл, синтеза хлорофилла и выработки цветного пигмента у кораллов (Kinzie et al. 1984, 1987; D'Angelo et al. 2008; Mass et al. 2010; Wijgerde et al. 2014). Ванг и др. (Wang et al., 2008) изучали воздействие цвета освещения на рост и фотобиологию выделенные из тканей зооксантеллы кораллов Euphyllia glabrescens (Symbiodinium sp., клада B) и обнаружили, что голубой свет является основным фактором поддержания нормального деления клеток: нахождение под красным или инфракрасным освещением нарушает митоз этих зооксантелл, тогда как голубой или белый свет (включающий голубой свет) способствует нормальному делению клеток. Уиджгерде и др. (Wijgerde et al., 2014) продемонстрировали, что увеличение интенсивности голубого света способствует росту плотности зооксантелл у Stylophora pistillata, тогда как увеличение интенсивности красного света препятствует росту зооксантелл и подавляет синтез хлорофилла, если красный спектр доминирует над голубым. Поэтому, судя по всему, 1) голубой свет, отдельно или в сочетании с другими цветами, необходим для поддержания нормального роста зооксантелл и здоровья коралла-хозяина, и 2) красный свет выступает в качестве «стоп-крана» для зооксантелл и синтеза хлорофилла, возможно, для предупреждения световых повреждений в условиях интенсивного освещения, например, на глубине до 10 метров (33 футов), куда проникает красный свет, как считают Кинзи и др. (Kinzie et al., 1984). Однако, поскольку в предыдущих исследованиях использовались фильтры относительно широкого спектра света, вполне возможно, что воздействие различных цветов (например, фиолетового, голубого и зеленого) на кораллы оказалось смешанным. Даже несмотря на то, что Уиджгерде и др. (Wijgerde et al., 2014) использовали светодиодные светильники с более узким спектром, чем фильтры, до сих пор неясно, каким образом эти источники света влияют на рост кораллов.

Чтобы лучше разобраться в том, как цвет освещения влияет на кораллы, данное исследование изучает воздействие узкополосного голубого и красного света на рост Stylophora pistillata (Pocilloporidae Gray 1842) и их зооксантеллы, при этом белый свет используется в качестве контрольного. Более того, вид из другого семейства, Porites cylindrical (Poritidae Gray 1842), используется в эксперименте для сравнения. Я также определял, как белый, голубой и красный свет влияют на общую окраску S. pistillata и P. cylindrica, потому что Д’Анжело и др (D'Angelo et al., 2008) обнаружили, что выработка цветных пигментов у кораллов, в частности, розовых хромопротеинов (Pocilloporins) и зеленых флуоресцентных белков, усиливается при голубом освещении. Эти пигменты, вероятно, защищают коралл от высокоэнергетического излучения (УФ, фиолетового и голубого), которое в противном случае нарушает механизм фотосинтеза внутри зооксантелл (т.е., фотосистему II), посредством блокирования части света или флуоресцирования его в качестве низкоэнергетического зеленого, до красного, света (Salih et al. 2000; Gilmore et al. 2003). В рамках данного эксперимента микроколонии S. pistillata и P. cylindrica находились под белым, голубым и красным светом при одинаковом уровне фотосинтетически активной радиации (PAR, диапазон длины волн ~400-700) в 300 µmol фотонов m-2 s-1 в течение 10 недель. Данный уровень яркости был выбран по той причине, что он находится в рамках диапазона голубого и красного освещения на глубине до 10 метров от поверхности воды, в соответствии с PAR 2,000 µmol m-2 s-1 на уровне моря и согласуется с ослаблением света в морской воде (Lesser et al. 2010; Mass et al. 2010). Несколько более крупных колоний S. pistillata также содержались под указанными источниками света для проведения дальнейшего сравнения. Данное исследование предлагает новый взгляд на экологию кораллов и, возможно, будет способствовать экологически рациональному разведению кораллов, где немалую роль играет привлекательная окраска кораллов и сокращение расходов на содержание кораллов (Osinga et al. 2011; Leal et al. 2013; Rocha et al. 2013).

Материалы и методы

Фрагментация кораллов и условия их содержания
В рамках данного эксперимента использовались индо-тихоокеанские жесткие кораллы Stylophora pistillata (Esper 1797) и Porites cylindrica (Dana 1846). Родительская колония S. pistillata предварительно росла примерно в течение 10 лет в Вагенингенском университете (Wageningen, The Netherlands) в аналогичных условиях после того, как была получена от Burgers' Zoo (Arnhem, The Netherlands). Колония P. cylindrica была получена при оптовой закупке (De Jong Marinelife, Spijk, The Netherlands). Для каждого вида микроколонии кораллов (N=20) были произвольно отрезаны от родительской колонии и прикреплены перпендикулярно к керамической плитке (De Jong Marinelife, Spijk, The Netherlands) при помощи двухкомпонентной эпоксидной смолы (Tunze Aquarientechnik GmbH, Penzberg, Germany). Обрезались только растущие концы; в результате были получены одинаковые фрагменты длиной около 1 см.

В течение 4 недель все 40 микроколоний восстанавливались в ~850-литровом аквариуме (длина x ширина x высота: 260 x 110 x 30 см), соединенном с ~420-литровым сампом (140 x 75 x 40 см высота воды) до начала 10-недельного эксперимента. Первоначально кораллы находились под светодиодным светильником полного спектра 190W LED (CoralCare, Philips Lighting, Eindhoven, The Netherlands) при настройке в 100% для обоих каналов PAR в 300 µmol фотонов m-2 s-1 и при режиме 10 часов (день):14 часов (ночь). Течение обеспечивалось при помощи четырех циркуляционных помп Turbelle nanostream 6085 (Tunze Aquarientechnik GmbH, Penzberg, Germany), общей производительностью 18 000 литров в час. Скорость потока воды вокруг кораллов измерялась при помощи гидрометра (Model 2100, Swoffer Instruments, Inc., Seattle, USA) с 10-см интервалом вокруг кораллов, и в среднем составляла 7-8 см/сек.

Для поддержания качества и прозрачности воды аквариум был оснащен фильтром 700 DyMiCo (DyMiCo Filter BV, Utrecht, The Netherlands) и 20W UVC-светильником (Aqua Holland, Dordrecht, The Netherlands) и помпой мощностью 1000 л/час (Eheim GmbH & Co. KG, Deizisau, Germany). Стабильная соленость воды достигалась при помощи системы долива (Tunze Aquarientechnik GmbH, Penzberg, Germany), которая поставляла RO/DI воду из 60-литрового резервуара. Ежедневно в аквариум добавлялось пять маленьких кубиков замороженного зоопланктона (Aquadip, Oss, The Netherlands) и хлопья сухих водорослей (De Jong Marinelife, Spijk, The Netherlands). Чистота аквариума от нежелательных водорослей поддерживалась при помощи разнообразных травоядных, в частности, 6 Zebrasoma flavescens, 1 Siganus vulpinus, 1 Siganus uspi, 1 Naso elegans и 15 улиток Turbo sp. Параметры воды поддерживались на следующем уровне: соленость 34.5±0.3 гр/л, температура 25.0±0.5°C, pH 8.2±0.3, нитраты 0.4±0.3 мг/л, фосфаты <0.03 мг/л, кальций 477±18 мг/л, щёлочность 2.83±0.26 мэкв/л (N=15-20).

Обработка светом
По прошествии 4-недельного периода для восстановления фрагов, микроколонии были случайным образом распределены по системам для обработки тремя вариантами освещения (N=5 для каждого вида освещения для каждого вида): белый свет, голубой и красный (Рис. 1). Несколько более крупных колоний S. pistillata также использовались в эксперименте для получения дополнительной информации (N=2 для каждого вида освещения). Для всех вариантов освещения использовался режим «день:ночь»: 10 часов:14 часов. Для варианта с белым светом использовался один светильник 190W CoralCare LED (Philips Lighting, Eindhoven, The Netherlands), тогда как для голубого и красного освещения применялось по два светодиодных светильника, изготовленных на заказ (Philips Lighting, Eindhoven, The Netherlands). Белый свет полного спектра использовался в качестве контрольного, при этом спектр освещения и уровень PAR были идентичны освещению восстановительного периода микроколоний. Показатели интенсивности освещения (в виде фотосинтетически активного излучения или PAR, ~400-700 нм) измерялись непосредственно вокруг кораллов в экспериментальном аквариуме, с интервалом в 10 см для каждой группы при помощи регистратора данных LI-1400 с подводным квантовым датчиком LI-192 (LI-COR, Lincoln, USA). Показатели PAR были настроены на 300 µmol фотонов m-2 s-1 для каждого варианта освещения при помощи программы регулирования мощности, предложенной производителем светильников. Спектры светодиодных светильников определялись при помощи откалиброванного спектрометра HR4000 (Ocean Optics, Dunedin, USA). Голубой светодиодный светильник (168W при полной мощности) выдавал оптический спектр с максимумом при 452 нм (73 нм полная ширина полосы частот, Рис. 1), а красный светодиодный светильник (120W при полной мощности) демонстрировал максимум при 665 нм (74 нм полная ширина полосы частот, Рис.1). Контрольный светильник белого света с полным спектром выдавал непрерывный спектр при максимальном показателе 450 нм (Рис. 1), а соотношение голубой свет : красный свет составило 4,2 : 1 (82 : 20 µmol m-2 s-1). Для предупреждения пересечения спектров между двумя разными источниками освещения были установлены две темно-серые ПВХ пластины, которые начинались непосредственно над светильниками и опускались в аквариум на глубину около 14 см. Это не мешало поддерживать хорошее течение по всему аквариуму и вокруг кораллов (~10 см/сек).

Кораллы были расположены на дне аквариума на глубине 26 см, где не было никакого субстрата, за исключением керамической плитки. С целью гарантировать одинаковое освещение и схему течения для всех кораллов во всех вариантах освещения, все колонии еженедельно поворачивались в процессе проведения всего эксперимента.

image1.jpg
Рисунок 1. Спектральный анализ светодиодных светильников, использовавшихся для проведения эксперимента. Обратите внимание, что кораллы находились в условиях одного и того же показателя PAR независимо от спектра, т.е. интегралы диаграммы были одинаковыми в экспериментальном расположении в аквариуме (здесь представлено лишь приблизительно). 

Удельная скорость роста
Для определения скорости роста кораллов, в начале и в конце эксперимента измерялся вес экземпляров при помощи JE120 (Ohaus Corporation, Parsippany, USA). Вес экземпляров проверялся до и после крепления экземпляров на керамическую плитку, чтобы получить вес кораллов нетто и общий вес. Соответственно, был рассчитан общий вес эпоксидной смолы и керамической плитки. По окончании периода роста, для получения веса кораллов нетто, из общего веса вычитался вес эпоксидной смолы и керамической плитки. Поскольку керамическая плитка поглощает воду, что влияет на общий вес, перед началом эксперимента все плитки предварительно находились в искусственной морской воде 35 гр/л в течение нескольких недель. Кроме того, все плитки тщательно промывались морской водой и очищались перед каждым измерением, чтобы минимизировать влияние биообрастаний на общий вес. Для расчета удельной скорости роста (specific growth rates, SGR) для каждого экземпляра мы использовали следующую формулу:

SGR = [(ln Wt) - (ln Wt -1)] * 100 / Δt

где Wt и Wt-1 окончательный и первоначальный вес нетто кораллов, выраженный в граммах (grams, g), соответственно, а t – период роста в днях. SGR выражается в % роста в день.

Плотность зооксантелл

Для определения исходного показателя плотности зооксантелл по прошествии 4-недельного восстановительного периода были проанализированы все микроколонии кораллов, S. pistillata и P. cylindrica (N=5 для каждого вида, не показано). В результате, в эксперименте участвовало 15 фрагментов двух видов (см. выше). Случайным образом отбирались пять микроколоний каждого вида, отрезались концы примерно ~5 мм и помещались в морскую воду в 50-мл пробирках с соответствующей маркировкой. Затем в коробках из пенопласта они отправлялись в лабораторию Wageningen University, где в тот же день проводился анализ. В лаборатории сначала кораллы взвешивались. Затем фрагменты помещались в 15-мл пробирки и их ткани удалялись при помощи потока сжатого воздуха, который прогонялся через пробирку в течение 2 минут. Чтобы ткани не вылетали из пробирок, отверстия закрывались при помощи пленки, через которую помещалась трубка подачи воздуха. Далее, добавлялось 10 мл искусственной морской воды (ASW, 35 гр/л) и каждая пробирка активно встряхивалась в течение 3 минут, чтобы стряхнуть ткани со стенок пробирок и скелетов. Затем при помощи щипцов скелет кораллов удалялся, а пробирки центрифугировались в течение 10 минут при комнатной температуре и 2000g. Частицы, которые собрались на поверхности, состоящие из тела коралла, аккуратно удалялись, а гранулы, содержащие более тяжелые зооксантеллы, вновь суспензировались в искусственной морской воде 750 µL. Общий объем каждой суспензии измерялся при помощи 1000 µl пипетки. Далее, две гомогенизированные части проб каждой суспензии помещались в счетную камеру с сеткой Фукса-Розенталя с глубиной 0.2 мм (LO-Laboroptik Ltd, Lancing, UK) и зооксантеллы фотографировались под микроскопом (Axioskop, Carl Zeiss BV, Breda, The Netherlands) при 100x увеличении (за исключением цифрового увеличения камеры). Затем определялась концентрация зооксантелл во всех образцах при помощи программы ImageJ (NIH, Bethesda, USA), на основании участка 4 x 4 крупных квадратов (что соответствует 1 мм2 или 0.2 µL объема при глубине 0.2 мм). Наконец, плотность зооксантелл для каждого образца рассчитывалась, умножая концентрацию зооксантелл на объем образца, а затем разделив это значение на соответствующий вес каждого фрагмента коралла. Несмотря на тот факт, что в большинстве исследований плотность зооксантелл выражается в «клетках на см2 коралла», считать зооксантеллы по массе вполне справедливо для ветвистых кораллов, потому что для них характерен довольно постоянный коэффициент соотношения поверхность/масса (Tilstra et al. 2017). После 10-недельной обработки различными видами освещения, плотность зооксантелл измерялась повторно, при этом использовалась такая же процедура, но только для S. pistillata в связи с временными ограничениями (N=3 для каждого варианта освещения, N=9 общее количество).

Анализ фотографий
В конце 10-недельного эксперимента случайным образом выбирался один коралл каждого вида из каждого варианта освещения для макросъемки. Экземпляр помещался в фиксированном положении близко к передней панели аквариума; съемка проводилась при помощи D610 DSLR камеры с макро-объективом Nikkor AF-D 60 мм (Nikon, Tokyo, Japan). Все кораллы были сфотографированы при белом светодиодном освещении полного спектра, использовавшемся для проведения эксперимента, при одинаковых ручных настройках камеры, включая баланс белого, апертуру, время выдержки и ISO.

Анализ данных
Нормальность данных по росту кораллов и по зооксантеллам проверялась путем сравнения каждого набора данных с прогнозируемыми величинами и при помощи критерия Шапиро-Уилка. Гомогенность отклонений определялась при помощи критерия Левена. После log10 трансформации (P>0.050) было обнаружено, что все данные равномерно распределены и с постоянной условной дисперсией. Мы использовали двухфакторный дисперсионный анализ для проверки воздействия спектра и вида на удельную скорость роста, и однофакторный дисперсионный анализ для проверки влияния спектра на плотность зооксантелл. Анализ простых эффектов использовался для разделения совместного воздействия. Показатель P<0.050 считался статистически значимым. Статистический анализ проводился при помощи SPSS Statistics 20 (IBM, Somers, USA). Графики создавались при помощи SigmaPlot 12 (Systat software, San Jose, USA).

Результаты

Здоровье и окраска кораллов
В процессе проведения эксперимента все кораллы производили впечатление здоровых, полипы хорошо раскрывались. Только у одной колонии, в основании наблюдался легкий некроз тканей под белым освещением (не показано). В конце эксперимента выживаемость для обоих видов составила 100%. По прошествии примерно четырех недель у колоний S. pistillata наблюдалось заметное изменение окраски, когда экземпляры, находившиеся под голубыми светодиодами, казались более интенсивного фиолетового цвета, чем экземпляры, находившиеся под белым светом. (Рис. 2). У колоний, находившихся под красным светом, наблюдался противоположный результат, они стали отчасти бледнее (Рис. 2). Голубой и красный свет также повлияли на окраску более крупных колоний S. pistillata, с усиленной и ослабленной фиолетовой окраской под голубым и красным освещением по сравнению с белым светом, соответственно (Рис. 3).

image2.jpg
Рисунок 2. Типичные снимки микроколоний S. pistillata и P. cylindrica, находившихся под белым (левый столбец), голубым (средний столбец) и красным светодиодным освещением (правый столбец) при PAR 300 µmol m-2 s-1 в течение 10 недель; все экземпляры сфотографированы при белом светодиодном освещении полного спектра для сравнения. Обратите внимание, что части колоний P. cylindrica втянули полипы в момент фотографирования, что не стоит путать с изменением окраски. 

image3.jpg
Рисунок 3. Типичные снимки колоний S. pistillata, находившихся под голубым (слева) и красным освещением (справа) при PAR 300 µmol m-2 s-1 в течение 10 недель; оба вида были сфотографированы под белым светодиодным освещением полного спектра для последующего сравнения. 

Удельная скорость роста
По прошествии нескольких недель микроколонии S. pistillata начали горизонтально разрастаться вокруг основания в отличие от экземпляров, находившихся под белым или красным освещением (Рис. 2). У микроколоний P. cylindrica горизонтальное разрастание отмечалось при всех видах освещения (Рис. 2).
По прошествии 10 недель, представители S. pistillata продемонстрировали удельную скорость роста от 1.00% до 1.27% (Рис. 4). Для представителей P. cylindrica диапазон составил 1.09 % - 1.56% (Рис. 4). Не было обнаружено доминирующего влияния спектра или видовой принадлежности на скорость роста кораллов. Поэтому, в целом, кораллы росли с сопоставимой скоростью под тремя видами освещения. Однако, был обнаружен эффект взаимодействия спектра и видовой принадлежности (Таблица 1). Это сказалось на более высокой скорости роста P. cylindrica в сравнении с S. pistillata исключительно под белым светом (F1,23=9.38, P=0.006, контраст простых эффектов). Под голубым или красным светом различий в скорости роста между кораллами двух видов не наблюдалось (F1,23=1.29, P=0.268 and F1,23=0.07, P=0.797, соответственно).


image4.jpg
Рисунок 4. Удельная скорость роста микроколоний S. pistillata и P. cylindrica, находившихся под белым, голубым и красным светодиодным освещением при 300 µmol m-2 s-1 в течение 10 недель. Показатели: средние значения + s.d. (N=5). **Указывает на значимое различие (P<0.010). 

Плотность зооксантелл
По прошествии 10 недель, плотность зооксантелл у S. pistillata составила от 1.64 * 106 до 2.80 * 106 клеток на грамм коралла (Рис. 5). Было обнаружено значимое влияние спектра на плотность зооксантелл S. pistillata (Таблица 1). В частности, плотность зооксантелл у кораллов, находившихся под красным светом, была существенно ниже плотности зооксантелл у кораллов, находившихся под голубым освещением, разница составила 40% (P=0.033, Bonferroni).


image5.jpg
Рисунок 5. Плотность зооксантелл у микроколоний S. pistillata microcolonies под белым, голубым и красным LED светом при 300 µmol m-2 s-1 в течение 10 недель. Показатели: средние значения + s.d. (N=3). *Указывает на значимое различие (P<0.050). 


Таблица 1. Двухфакторный дисперсионный анализ, демонстрирующий главный эффект факторов и эффект взаимодействия факторов, спектра и вида, на удельную скорость роста S. pistillata и P. cylindrica (N=5), и однофакторный дисперсионный анализ, демонстрирующий влияние спектра на плотность зооксантелл S. pistillata (N=3).


ФакторПеременныеFdfP
Удельная скорость роста
Спектр
1,2320,310
Вид1,5510,225
Спектр * Вид 4,5520,22
Плотность зооксантелл
Спектр5,2320.019* 
*Указывает на значимое влияние (P<0.050) 

Обсуждение

Целью данного исследования было изучение влияния голубого и красного света на рост кораллов, их окраску и плотность зооксантелл. Действительно, голубой и красный свет продемонстрировали выраженное воздействие на кораллы и их симбиотические динофлагелляты, на что указывали результаты предыдущих исследований (Kinzie et al. 1984, 1987; D'Angelo et al. 2008; Wang et al. 2008; Mass et al. 2010; Wijgerde et al. 2014).

Прежде всего, в течение экспериментального периода (10 недель), все кораллы выглядели здоровыми, с хорошо расправленными полипами. Минимальный некроз тканей наблюдался в основании только одной колонии, находившейся под белым светом. По окончании эксперимента выживаемость составила 100% для обоих видов, что противоречит результатам Уиджгерде и др. (Wijgerde et al., 2014), когда имела место гибель многих микроколоний S. pistillata под красным светом при аналогичной интенсивности и световом периоде. Это расхождение может быть связано с высоким содержанием цинка (79.70 гр/л) в экспериментальной системе Уиджгерде и др. (Wijgerde et al., 2014); как известно, цинк входит в число токсичных для кораллов элементов (Reichelt-Brushett and Harrison 2005; Tijssen et al. 2017). Показатель содержания цинка в системе, использовавшейся для проведения данного исследования, составил 1.28 µg L-1 , что ниже токсичного уровня и что объясняет, почему оба вида кораллов выглядели здоровыми под красным светом.

По прошествии примерно четырех недель, колонии S. pistillata продемонстрировали заметное изменение окраски, когда экземпляры, находившиеся под голубым светом, казались более насыщенного фиолетового цвета по сравнению с экземплярами, находившимися под белым светом. У колоний, обитавших под красным светом, наблюдался противоположный эффект – они стали бледнее. Эти результаты согласуются с исследованием Д’Анжело и др. (D'Angelo et al., 2008), продемонстрировавшим, что голубой свет стимулирует выработку как флуоресцентных белков, так и нефлуоресцентных хромопротеинов, когда реакция зависит от дозы. Они также продемонстрировали, что нахождение под красным светом приводит к снижению выработки отдельных флуоресцентных протеинов и хромопротеинов. Если конкретнее, они доказали, что Seriatopora hystrix практически не вырабатывает розовый хромопротеин (известный как shysCP562) в условиях красного освещения, что согласуется со значительно менее выраженной фиолетовой окраской колоний S. pistillata, находившихся под красным светом в рамках данного эксперимента. Несмотря на то, что он не проводил замеры содержания белков у кораллов, Риддл (Riddle, 2003) также обнаружил, что Pocillopora damicornis, родственник S. pistillata и S. hystrix, демонстрирует аналогичное изменение пигмента в результате пребывания под голубым и красным светодиодным освещением в течение одного месяца. Стоит отметить, что, как минимум, три представителя Pocilloporidae усиливают синтез розового/фиолетового хромопротеина в качестве реакции на голубой свет, что, в принципе, может быть реакцией на стресс; при уменьшении количества энергии голубого света, достигающего зооксантелл кораллов, хромопротеины могут ослабить физиологический стресс, в частности, повреждение фотосистемы II и образование кислородсодержащих радикалов посредством фотосинтеза. В данном исследовании, варианты красного, белого и голубого освещения могут рассматриваться как различающиеся по количеству голубой части спектра (здесь определяется как 450-495 нм), с диапазоном от отсутствия голубого (красный свет) до среднего показателя (82 µmol m-2 s-1, белый свет) и до высокого показателя (149 µmol m-2 s-1, голубой свет). Таким образом, вполне логично, что количество голубой части спектра отражается аналогичным образом в фиолетовой окраске, продемонстрированной колониями S. pistillata в рамках данного эксперимента. Фиолетовая окраска, скорее всего, связана с одним или более хромопротеинами, известными как stylCP574 и spisCP560, которые получают свой розовый, до фиолетового, цвет в результате поглощения желтого и зеленого света и отражения большей части голубого и красного света (Alieva et al. 2008). Голубой свет мог способствовать выработке цветного пигмента у S. pistillata посредством повреждения тканей и последующей индукции синтеза защитных пигментов или через криптохромы (Levy et al. 2007; D'Angelo et al. 2008). Криптохромы – чувствительные к голубому свету флавопротеины, встречающиеся у животных и растений, регулирующие циркадные ритмы, т.е. 24-часовой цикл «день-ночь» и другие биологические процессы (Gressel 1979). У некоторых кораллов криптохромы могут также регулировать ежегодный цикл размножения, реагируя на изменение интенсивности лунного света в зависимости от стадии лунного цикла (Levy et al. 2007). Какими бы ни были скрытые функции цветных пигментов кораллов, знание того, что их выработку можно контролировать при помощи голубого света, имеет практическое значение для искусственного разведения кораллов, потому что окраска играет ведущую роль в определении ценности коралла. Аквариумисты могут усилить окраску кораллов посредством использования ламп голубого света или светильников полного спектра с высоким выходом голубого света для усиления окраски с немедленным (возбуждение флуоресцентных протеинов) и длительным эффектом (усиленная выработка флуоресцентных и нефлуоресцентных хромопротеинов с помощью голубого света). Согласно работе Д’Анжело и др. (D'Angelo et al., 2008), показатель PAR не менее 700 µmol m-2 s-1 при 12-часовом освещении необходим для полного насыщения цветных пигментов у жестких кораллов, хотя до сих пор неясно, можно ли добиться такого же результата, если световой период будет менее продолжительным. Вполне возможно, при использовании исключительно голубых источников света можно получить сопоставимые результаты и при более низких показателях PAR, потому что именно голубой свет стимулирует окраску кораллов. Однако, это может негативно сказаться на скорости роста кораллов, потому что скорость кальцификации ветвистых кораллов демонстрирует позитивную связь с показателями PAR (Osinga et al. 2011; Wijgerde and Laterveer 2013). Можно использовать стратегию применения исключительно голубого света высокой интенсивности (например, 700 µmol m-2 s-1) для максимального роста и окраски Acroporidae и Pocilloporidae. Для этого необходима достаточная скорость течения (более 10 см/сек) для облегчения светового стресса при помощи усиления газового обмена через ткани кораллов (рассмотрено Уиджгерде 2013). В настоящее время остается неясным, почему P. cylindrica не продемонстрировали измененную окраску под голубым и красным светом по сравнению с белым светом.

Под голубым светом микроколонии S. pistillata продемонстрировали горизонтальное разрастание вокруг основания колонии в отличие от экземпляров, находившихся под белым и красным светом. Непонятно, как голубой свет может способствовать горизонтальному росту, но причинный механизм может снова включать криптохромы, хотя на данный момент это всего лишь предположение. Как известно, кораллы, обитающие на большой глубине, где голубой свет является доминантным, демонстрируют морфологическую адаптацию к слабому освещению, включая горизонтальный, пластинчатый рост и сплюснутые ветви (Lesser et al. 2010; Muir et al. 2015). Поэтому, кораллы могли бы использовать относительное изобилие голубого света в качестве индикатора среды с низкой освещенностью, что могло бы объяснить, почему преимущественно голубой свет изменяет морфологию колонии. Однако, в сравнении с источником белого света, лампа голубого света выделяет больше голубого света в абсолютном (149 в сравнении с 82 µmol m-2 s-1) и относительном выражении (50% в сравнении с 27%). Следовательно, еще предстоит изучить, будет ли менее интенсивный голубой свет, т.е. меньше в абсолютном значении, но такой же высокий в относительном выражении (50% или выше), также приводит к морфологическим изменениям, имевшим место в рамках эксперимента. Также остается непонятным, почему P. cylindrica не реагировали морфологически на различный спектр освещения, потому что представители вида продемонстрировали горизонтальное разрастание при всех вариантах освещения. Более продолжительные эксперименты могли бы раскрыть другие варианты морфологической адаптации представителей этого вида к освещению различного спектра.

В течение 10 недель проведения эксперимента, S. pistillata и P. cylindrica продемонстрировали хорошие показатели роста, которые считаются нормальными для аквариумов (Wijgerde and Laterveer 2013). Любопытно, оба вида росли примерно одинаково под красным светом в сравнении с белым и голубым светом, несмотря на уменьшенную плотность зооксантелл у S. pistillata под красным светом. Это противоречит результатам Кинзи и др. (Kinzie et al.,1984), который обнаружил замедленный рост Montipora verrucosa и Pocillopora damicornis под красным светом в сравнении с голубым и белым светом в течение аналогичного промежутка времени (8 недель). Вполне возможно, что виды, использовавшиеся в данном исследовании, не продемонстрировали негативного эффекта в течение 10 недель, потому что их популяции зооксантелл были достаточно высокими для поддержания нормальной скорости кальцификации. Захватывание планктона и/или частиц детрита также могло компенсировать снижение аутотрофной производительности (например, сокращение сахаров и других органических соединений, вырабатываемых в процессе фотосинтеза) из-за уменьшения популяции зооксантелл. Действительно, Энтони и Фабрициус (Anthony and Fabricius, 2000) отмечали, что кораллы способны временно переходить от аутотрофного (фотосинтез) к гетеротрофному (захват частиц) режиму питания. Тем не менее, они также обнаружили, что P. cylindrica неспособны компенсировать ослабленную фотосинтетическую активность посредством повышения интенсивности питания, соответственно, эта гипотеза маловероятна в случае с данным видом. S. pistillata, однако, известен как ненасытный планктоноядный коралл (Houlbrèque and Ferrier-Pagès 2009, pers. obs.) и вполне мог увеличить интенсивность питания в качестве реакции на уменьшенную в результате воздействия красного света популяцию зооксантелл. Какими бы ни были причины устойчивого роста S. pistillata и P. cylindrica в рамках данного эксперимента, вполне возможно, длительное пребывание под красным светом привело бы к еще большему сокращению популяций зооксантелл и последующему снижению темпа роста или даже гибели. Необходим более длительный эксперимент. Примечательно наблюдение, что P. cylindrica под белым светом росли значительно быстрее, чем S. pistillata. Этот факт можно было бы объяснить хроматической адаптацией первого вида к мелководной среде с освещением полного спектра, где присутствуют все цвета спектра, включая красный. Действительно, Верон (Veron, 2000) сообщает, что P. cylindrica может быть доминантным видом в мелководных лагунах.

~40%-ое сокращение плотности зооксантелл у микроколоний S. pistillata, обитавших под красным светом, подтверждает результаты предыдущих исследований (Kinzie et al. 1984, 1987; Wang et al. 2008; Wijgerde et al. 2014) и помогает объяснить, почему эти колонии оказались бледнее: отсутствие голубого света приводит не только к потере фиолетового хромопротеина, но и утрате зооксантелл и, следовательно, коричневатых фотопигментов.

В заключение, эти результаты подтверждают гипотезу, что источники света без голубой части спектра не поддерживают нормальный рост зооксантелл, что, в свою очередь, может привести к задержке роста и гибели коралла-хозяина. Кроме того, голубой свет способен спровоцировать морфологическую адаптацию к низкой освещенности у некоторых рифообразующих кораллов, таких как S. pistillata. Следующее исследование, которое сейчас находится на начальной стадии подготовки, будет нацелено на изучение влияния нескольких основных диапазонов волн в рамках солнечного спектра на кораллы и их зооксантеллы, включая УФ, фиолетовый, синий, циан, зеленый, желтый, оранжевый и красный. Столь подробное исследование должно способствовать пониманию роли длины волн в регулировании роста кораллов и (фото)физиологии, а также совершенствованию содержания и искусственного разведения кораллов. 
 

Первоисточник: advancedaquarist.com
Переведено специально для ReefCentral.ru
Если вы увидели этот материал на другом сайте - значит, он был украден.      
Просим сообщать о замеченных фактах на info@reefcentral.ru    



Количество показов статьи: 762